❶ Suspendre les colonies bien isolées d'une boite de gélose pour obtenir une turbidité de 0,5
McFarland (une
croissance confluente ou presque confluente doit être obtenue après incubation).
❷ Tremper un écouvillon stérile dans la suspension de l’inoculum et le presser sur la paroi du tube à
essai pour
éliminer l’excès de liquide.
❸ Laissez l’excès d’humidité être absorbé de sorte que la surface soit complètement sèche (15 – 20
minutes) avant
d’appliquer les bandelettes CMI
❹ Appliquer la bandelette sur la surface de la gélose avec l'échelle vers le haut et le code de la
bandelette vers
l'extérieur de la plaque, en la pressant avec une pince stérile sur la surface de la gélose et
s'assurer que toute
la longueur du gradient antibiotique est en contact complet avec la surface de la gélose. Une fois
appliqué, ne
déplacez pas la bande.
❺ Si des bulles d'air sont emprisonnées sous la bandelette, déplacez-les doucement vers le bord à
l'aide d'une pince
stérile, en prenant soin de ne pas déplacer la bandelette sur la gélose. Lors de l'élimination des
bulles d'air,
commencez à la concentration la plus faible et augmentez.
❻ Incuber les plaques de gélose en position inversée à 35 ± 2°C .
❼ Après 18 heures d'incubation ou plus, une ellipse d'inhibition symétrique centrée le long de la
bande est formée.
La CMI est lue directement sur l'échelle en g/mL au point où le bord de l'ellipse d'inhibition coupe
la bandelette
de test CMI.
